ANNEXE 1 :
Dosage
par étalonnage des ions fer II dans un comprimé de Tardyferon
- Principe.
Cette expérience nous permet de
mesurer le taux de Fer II dans l’hémoglobine.
En présence d’O-phénanthroline,
les ions Fer II réagissent avec apparition d’un complexe de coloration
rouge-orangé. La concentration massique en ions Fer II d’une solution peut
alors être déterminée par la mesure de son absorbance si on a réalisé une
échelle de teintes dans un domaine de concentration massique adéquat.
Liste du matériel :
-Tardyferon
-Sel de Morh
-Spectrophotomètre
-Eau distillé
-Mortier
-Fiole jaugée 100mL (x2)
-Fiole jaugée 50mL (x10)
- Hydroquinone
-Acide chlorhydrique
-O-phénanthroline
2. Protocole :
Préparation de l’échelle de
teinte :
À partir de sel de Mohr, on prépare une solution S de concentration massique 20,0 mg.L–1 en ions Fer II. On réalise les mélanges présentés dans le tableau, on les complète à 50,0 mL avec de l’eau distillée.
À partir de sel de Mohr, on prépare une solution S de concentration massique 20,0 mg.L–1 en ions Fer II. On réalise les mélanges présentés dans le tableau, on les complète à 50,0 mL avec de l’eau distillée.
On mesure l’absorbance A, à 500
nm, de chaque solution obtenue grâce à un spectrophotomètre. Nous avons obtenu
les résultats suivants :
Formule :
Cf=Cm*Vm / Vf
Faire la courbe représentative
de l’absorbance A en fonction de la concentration massique C en ions fer II.
3. Détermination expérimentale de
la teneur en élément fer :
On lave rapidement à l’eau distillée un
comprimé de façon à retirer la totalité du colorant. On écrase ensuite ce
comprimé dans un mortier. La totalité du comprimé écrasé est introduite dans
une fiole jaugée de 100,0 mL. On ajoute 1,0 mL d’hydroquinone et quelques gouttes
d’acide chlorhydrique à 0,10 mol.L–1 puis complète avec de l’eau distillée. On
agite longuement la solution (au moins 20 minutes). On prélève 5,0 mL du
contenu de cette fiole jaugée. Ce volume est introduit dans une nouvelle fiole
jaugée de 100,0 mL. On complète avec de l’eau distillée. Soit S0 la solution
incolore obtenue.
On réalise ensuite le mélange
suivant :
On mesure l’absorbance A du
mélange précédent à 500 nm. Une expérience a conduit à une absorbance A = x soit
une concentration massique en ions fer (II) de x mg.L–1 .
Puis on place la valeur de l’absorbance
dans la courbe d’étalonnage afin de déterminer sa concentration.
Conclusion :
La solution mère est x fois plus
concentrée soit Fer II = x mg.L–1 et
contient une masse de fer de x mg.
ANNEXE 2 :
Deuxième protocole : Dosage par étalonnage des ions
fer II dans un comprimé de Tardyferon
On lave le comprimé à l’eau distillée de façon à retirer la
totalité du colorant. On écrase ensuite ce comprimé dans un mortier. La
totalité du comprimé écrasé est introduite dans une fiole jaugé de 100.0
mL.
On ajoute quelques gouttes d’acide chlorhydrique à 0.10 mol/L
puis complète avec de l’eau distillée. On agite longuement la solution pendant
20 min à l’aide d’un agitateur magnétique. On prélève 5.0 mL du contenu de cette
fiole. On l'introduit dans un fiole de 50.0 mL et on complète avec de l’eau distillée. Soit le volume essaie.
Puis mesurer l’absorbance des solutions au spectrophotomètre.
ANNEXE
3 :
Électrophorèse
Mise en
place des bandes d’acétate de cellulose dans la cuve :
- Remplir chaque compartiment de la cuve de tampon en évitant tout débordement.
- Sortir les bandes des bacs à l'aide d'une pince plate. Les placer entre deux feuilles de papier filtre et les sécher à l'aide d'un mouvement rapide de la main.
- Prendre le portoir de la cuve à électrophorèse.
- Poser les bandes sur le portoir : le coin coupé de la bande en bas à droite (ainsi, la bande est sur la face mate qui est absorbante).
- Tendre les bandes en tirant sur l'extrémité libre à l'aide de la pince plate.
- Les bandes doivent être parallèles entre elles et perpendiculaires à l'axe du portoir pour permettre une migration des protéines dans l'axe de la bande.
- Poser le portoir dans la cuve et vérifier que les extrémités de chaque bande trempent dans le tampon de chacun des deux compartiments
- Remplir chaque compartiment de la cuve de tampon en évitant tout débordement.
- Sortir les bandes des bacs à l'aide d'une pince plate. Les placer entre deux feuilles de papier filtre et les sécher à l'aide d'un mouvement rapide de la main.
- Prendre le portoir de la cuve à électrophorèse.
- Poser les bandes sur le portoir : le coin coupé de la bande en bas à droite (ainsi, la bande est sur la face mate qui est absorbante).
- Tendre les bandes en tirant sur l'extrémité libre à l'aide de la pince plate.
- Les bandes doivent être parallèles entre elles et perpendiculaires à l'axe du portoir pour permettre une migration des protéines dans l'axe de la bande.
- Poser le portoir dans la cuve et vérifier que les extrémités de chaque bande trempent dans le tampon de chacun des deux compartiments
Placement
des protéines sur les bandes :
- Repérer le point de dépôts en faisant une encoche à l'aide d'un ciseau pour permettre de comparer les distances parcourues entre HbA et HbS.
- À l'aide d'une micro pipette prélever une goutte d’hémoglobine dans le micro tube.
- Le dépôt est effectué rapidement, faire un trait de 5 à 8 mm de long perpendiculairement à l'axe de la bande et situé à un centimètre du support de la bande du côté de la cathode (borne noire).
- Le dépôt ne doit pas couler d'où la nécessité de bien tendre la bande ni former une grosse goutte.
- Pour effectuer une comparaison entre les 3 types d'hémoglobines : faire trois dépôts : un de HbA, un de HbS et un avec l’échantillon de Monsieur X.
- Il faut identifier les bandes soit à l'aide d'un marqueur soit en faisant un repère à l'aide de ciseau.
- Repérer le point de dépôts en faisant une encoche à l'aide d'un ciseau pour permettre de comparer les distances parcourues entre HbA et HbS.
- À l'aide d'une micro pipette prélever une goutte d’hémoglobine dans le micro tube.
- Le dépôt est effectué rapidement, faire un trait de 5 à 8 mm de long perpendiculairement à l'axe de la bande et situé à un centimètre du support de la bande du côté de la cathode (borne noire).
- Le dépôt ne doit pas couler d'où la nécessité de bien tendre la bande ni former une grosse goutte.
- Pour effectuer une comparaison entre les 3 types d'hémoglobines : faire trois dépôts : un de HbA, un de HbS et un avec l’échantillon de Monsieur X.
- Il faut identifier les bandes soit à l'aide d'un marqueur soit en faisant un repère à l'aide de ciseau.
Mise en
route de l’électrophorèse :
- Fermer la cuve à l'aide du couvercle.
- Relier la cuve au générateur à l'aide des cordons.
- Régler la tension sur 160 volts et mettre sous tension le générateur.
- Laisser au minimum 1 heure.
- Fermer la cuve à l'aide du couvercle.
- Relier la cuve au générateur à l'aide des cordons.
- Régler la tension sur 160 volts et mettre sous tension le générateur.
- Laisser au minimum 1 heure.
- Pendant le temps
de migration, remplir le premier compartiment du bac à coloration de rouge
Ponceau.
- Remplir des bacs d'acide éthanoïque à 5 %.
- Arrêter l'électrophorèse= Débrancher les cordons reliés à la cuve et retirer le couvercle et sortir le portoir de la cuve.
- Vous pouvez réaliser une observation directe de la migration pour comparer les distances parcourues.
- Prendre chaque bande à l'aide d'une pince plate pour la coloration.
- Immerger la bande dans le compartiment contenant le rouge Ponceau. (1 min)
- Puis tremper la bande dans des bains successifs d'acide éthanoïque à 5 %.
- La bande est changée de compartiment lorsque la solution d'acide éthanoïque est saturée en rouge Ponceau. Dans le dernier compartiment d'acide éthanoïque à 5 %, le fond de la bande doit être redevenu blanc, seules les protéines apparaissent sous forme de tâches rouges.
- Sortir la bande du dernier compartiment et la sécher entre 2 feuilles de papier filtre.
ANNEXE 4 :
INTERVIEW DU DOCTEUR AKODJENOU : Ecouter l'interview
- Remplir des bacs d'acide éthanoïque à 5 %.
- Arrêter l'électrophorèse= Débrancher les cordons reliés à la cuve et retirer le couvercle et sortir le portoir de la cuve.
- Vous pouvez réaliser une observation directe de la migration pour comparer les distances parcourues.
- Prendre chaque bande à l'aide d'une pince plate pour la coloration.
- Immerger la bande dans le compartiment contenant le rouge Ponceau. (1 min)
- Puis tremper la bande dans des bains successifs d'acide éthanoïque à 5 %.
- La bande est changée de compartiment lorsque la solution d'acide éthanoïque est saturée en rouge Ponceau. Dans le dernier compartiment d'acide éthanoïque à 5 %, le fond de la bande doit être redevenu blanc, seules les protéines apparaissent sous forme de tâches rouges.
- Sortir la bande du dernier compartiment et la sécher entre 2 feuilles de papier filtre.
ANNEXE 4 :
INTERVIEW DU DOCTEUR AKODJENOU : Ecouter l'interview
Sitographie
ORPHRANET
INSERM
SCDIO
FUTURA SANTE
WIKIPEDIA
DEVSANTE
DREPANOCYTOSE : LES
MUTATIONS GENETIQUES
ALLO DOCTEUR
TPE-ADAM-ANTOINE
UNIVERSCIENCETV